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Die RNAi–Methode spielt eine grosse Rolle in der Wirkstoffentwicklung bei der Validierung eines pharmakologischen Ziels. Die Anwendbarkeit in der Toxikologie wurde noch nicht systematisch untersucht. Das Ziel dieser Arbeit ist die Evaluierung der RNAi-Methode für mechanistisch-toxikologische Studien und den Einfluss von posttranskriptioneller Genunterdrückung auf biochemisch-zelluläre Endpunkte zu zeigen. Die siRNAs wurden mit Hilfe eines computerunterstützten Algorithmus ausgewählt. Effiziente und reproduzierbare Einschleusung der siRNA in vitro wurde durch Elektroporation erreicht. Die molekulare Reduktion der Expression des Zielgens wurde auf mRNA- und Proteinexpressionslevel oder auf Proteinaktivitätsebene zwischen 24 und 144 Stunden nach Behandlung überwacht. Die siRNAs wurden in vitro getestet bevor sie in vivo angewandt wurden. Als Methode zum Erreichen der Leber in vivo wurde die intraperitoneale Gabe von siRNAs gegenüber hydrodynamischer Injektion in die Schwanzvene evaluiert. Auf folgenden Enzyme wurde mit RNAi in der Zellkultur abgezielt: ATP-Synthase in HepG2, Farnesylpyrophosphat-Synthase (FPPS) in humanen Nierenzellen (HK-2) und Caspase-3 in Primärhepatozyten der Ratte. In allen Experimenten war RNAi in der Lage, das mRNA- und Proteinexpressions- oder Proteinaktivitäts-Niveau zu reduzieren, wodurch die erfolgreiche Genunterdrückung gezeigt werden konnte. Die Unterdrückung der mitochondrialen ATP- Synthase β-Untereinheit hatte keinen signifikanten Einfluss auf die Überlebensrate und den Energiestoffwechsel von HepG2-Zellen. Obwohl Oligomycin B-Behandlung zu ATP- Depletion und Verlust des mitochondiralen Membranpotentials führte, war keine Sensitivierung der Zellen gegenüber Oligomycin B- oder Diclofenac-induzierten Veränderungen des mitochondrialen Membranpotentials oder Zytotoxizität zu beobachten. Die Genunterdrückung der ATP-Synthase in HepG2-Zellen führte zu einer ähnlichen transkriptionellen Signatur wie Diclofenac-Behandlung in vivo, so dass eine mögliche Verbindung zwischen ATP-Synthase und Hepcidin, BiP und ALAS-1 durch Koregulation nahegelegt wird. Die Genunterdrückung von FPPS führte zu tendenziell erhöhter Zytotoxizität von Zoledronsäure, hatte aber keinen Einfluss auf den Prenylierungsstatus der kleinen GTPasen. Der Caspase-3/7-Inhibitor Ac-DEVD-CHO verhinderte SDZ IMM125-vermittelte Apoptose. Spezifische Genunterdrückung von Caspase-3 führte zur Reduktion der SDZ IMM125-induzierten Caspaseaktivität, während die Unterdrückung von Caspase-7 in dieser Hinsicht keinen Einfluss hatte. Die Effektschwelle des Genunterdrückung wurde durch Vergleich zwischen Caspase-3-silencing und Behandlung mit dem chemischen Caspase-Inhibitor Ac-DEVD-CHO auf Ebene der Caspase-3-Aktivität und der zytoprotektiven Wirksamkeit bestimmt. Der Effekt von Caspase-3-Unterdrückung war equivalent zur Wirkung von 1 μM Inhibitor. Die inhibitorvermittelte Schutzwirkung im Hinblick auf die Zytotoxizität wurde ausschliesslich bei höheren Inhibitorkonzentrationen erreicht, wodurch gezeigt wurde, dass die erreichte Genunterdrückung für zytoprotektive Wirkungen nicht ausreichend war. SiRNAs haben verglichen mit Enzyminhibitoren generell eine höhere Spezifität. Chemische Inhibitoren sind weniger spezifisch und können enzymatische Aktivitäten vollständig, in manchen Fällen irreversibel und schnell beeinflussen, so dass sie direkten Einfluss auf die zu untersuchenden Signalwege haben. SiRNAs unterscheiden sich in dieser Hinsicht, da die Abnahme des Proteins nicht vollständig, nur transient und langsam über eine Periode hinweg erfolgt, innerhalb welcher sich die Zellen durch kompensatorische Mechanismen anpassen und Primäreffekte maskiert werden können. Hydrodynamische Einschleusung von nicht-komplexierter siRNA in die Leber von CD-1-Mäusen war möglich und reduzierte die CYP2E1-Proteinexpression signifikant. Ein- oder mehrfache hochdosierte intraperitoneale Gabe von siRNA führte weder auf mRNA- noch auf Proteinebene zu signifikanten Effekten. Weitere Untersuchungen im Hinblick auf Stabilität und effiziente Einschleusung von siRNAs ist unvermeidlich, bevor siRNAs in vivo in der mechanistischen Toxikologie angewandt werden können. Zusammenfassend kann ausgesagt werden, dass die Anwendung von siRNAs in vitro eine universelle und spezifische Methode darstellt, welche in vielen mechanistisch-toxikologischen Studien als Werkzeug zur Signalweganalyse und zur Validierung von Zielproteinen eingesetzt werden kann. Die Stärke der enzymatischen Inhibition, die mit Hilfe eines chemischen Inhibitors erreicht werden kann, ist durch siRNA-vermittelte Genunterdrückung nicht zu erreichen. Genunterdrückung in vivo kann erreicht werden, doch die invasive hydrodynamische Methode ist nicht geeignet für Toxizitätsprüfungen im Tier. Die Einschleusung von siRNA in spezifische Zielorgane benötigt signifikante Verbesserung.
It was recently reported that imatinib causes cell death in neonatal rat ventricular cardiomyocytes (NRVCM) by triggering endoplasmic reticulum (ER) stress and collapsed mitochondrial membrane potential. Retroviral gene transfer of an imatinib-resistant mutant c-Abl into NRVCM appeared to alleviate imatinib-induced cell death and it was concluded that the observed imatinib-induced cytotoxicity is mediated through direct interactions of imatinib with c-Abl. The imatinib effects were described as being specific for cardiomyocytes only, which are relevant also for the in vivo situation in man. [Kerkelä et al. 2006] The goal of the present study was to reproduce the published experiments and to further explore the dose-response relationship of imatinib-induced cell death in cardiomyocytes. Additional markers of toxicity were investigated. The following biochemical assays were applied: LDH release (membrane leakage marker), MTS-reduction (marker of mitochondrial integrity), ATP cellular contents (energy homoeostasis) and caspase 3/7 activity (apoptosis). The endoplasmatic reticulum (ER) stress markers eIF2α (elongation initiation factor 2α), XBP1 (X Box binding Protein 1), and CHOP (cAMP response element-binding transcription factor (C/EBP) homologous protein) were determined at the transcriptional and protein level. Online monitoring of cell attachment of, oxygen consumption and acidification of the medium by rat heart cells (H9c2) seated on chips (Bionas) allowed the determination of the onset and reversibility of cellular functions. Image analysis measured the spontaneous beating rates after imatinib treatment. The role of imatinib-induced reactive oxygen species was evaluated directly by 2’,7’-Dichlorofluorescein fluorescence and indirectly by means of interference experiments with antioxidants. The specificity of imatinib-induced effects were specific to cardiomyocytes was evaluated in fibroblasts derived from rat heart, lung and skin. The specific role of c-Abl in the imatinib-induced cellular toxicity was investigated by specific gene silencing of c-Abl in NRVCM. The results demonstrated that imatinib caused concentration-dependent cytotoxicity, apoptosis, and ER stress in heart, skin and lung fibroblasts, similar or stronger to those observed in cardiomyocytes. Similar to the results from cardiomyocytes, ER stress markers in fibroblasts were only increased at cytotoxic concentrations of imatinib. This effect was not reversible; also, reactive oxygen species did not participate in the mechanism of the imatinib-induced cytotoxicity in NRVCM. Small interfering RNA (siRNA)-mediated reduction of c-Abl mRNA levels by 51 % and c-Abl protein levels by 70 % had neither an effect on the spontaneous beating frequency of cardiomyocytes nor did it induce cytotoxicity, apoptosis, mitochondrial dysfunction or ER stress in NRVCM. Incubation of imatinib with c-Abl siRNA-transfected NRVCM suggested that reduced c-Abl protein levels did not rescue cardiomyocytes from imatinib-induced cytotoxicity. In conclusion, results from this study do not support a specific c-Abl-mediated mechanism of cytotoxicity in NRVCM.