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Vor kurzem wurde MOT1 als Molybdat-Transportprotein in Arabidopsis thaliana identifiziert. Unter Zuhilfenahme von GFP-Fusionsproteinen konnte als subzelluläre Lokalisierung des Proteins die Membran des Endoplasmatischen Retikulums (ER) in dieser Arbeit identifiziert werden. Auch wurde hier demonstriert, dass das mit Abstand nächste Homolog des Proteins, MOT2, ist in der vakuolären Membran, dem Tonoplasten, lokalisiert ist. Unter Standarbedingungen zeigten mot1-KO-Pflanzen reduzierte Molybdatgehalte im Blatt und Keimlinge wiesen Wachstumsdefizite in Abwesenheit von Molybdat auf. Dies führte zu der Annahme, dass MOT1 nicht, wie bislang angenommen, den Hauptimporter für Molybdat in die Zelle darstellt. Durch die Quantifizierung vakuolärer Molybdatgehalte konnte einerseits die Vakuole als Hauptspeicherort für Molybdat in der pflanzlichen Mesophyllzelle und andererseits MOT1 als wichtigstes Protein zur Beladung der Vakuole mit dem Spurenelement identifiziert werden. Die Blätter von mot2-KO-Pflanzen zeigten erhöhte Molybdatgehalte und die Bedeutung des Proteins für die Remobilisierung des essentiellen Molybdats während der Seneszenz konnte mittels Transkriptanalysen und Molybdatquantifizierung in Samen und seneszenten Blättern gezeigt werden. Mittels Fluoreszenzanalysen konnte zusätzlich eine wichtige Determinante der Zielsteuerung von Proteinen zum Tonoplasten identifiziert werden. Durch Mutagenese zweier Leucinreste am N-Terminus von MOT2 ist das korrekte Targeting in die vakuoläre Membran gestört und das Protein lokalisiert fälschlicherweise in der Plasmamembran. Es konnte ein Modell für den intrazellulären Molybdattransport vorgestellt werden. So transportiert MOT1 das Anion ins ER, von wo aus es über Vesikelfluss zur Vakuole gelangt. MOT2 stellt das tonoplastidäre Protein für den Export des Spurenelements aus der Vakuole, besonders während der Seneszenz, dar. Auch konnte eine Korrelation zwischen dem Molybdatgehalt und der Konzentration von Moco, sowie dessen Vorstufe MPT, identifiziert werden. Dies liefert Hinweise auf eine Regulation der Moco-Biosynthese in Abhängigkeit von der zellulären Molybdatkonzentration.
Der Katabolismus von Pyrimidin-Nukleobasen erfolgt in Arabidopsis thaliana über einen dreistufigen Stoffwechselweg. In diesem wird Uracil zu beta-Alanin, Kohlenstoffdioxid und Stickstoff in Form von Ammonium abgebaut. Die erste Reaktion, die Reduktion von Uracil zu Dihydrouracil wird von dem plastidären Enzym Dihydrouracil-Dehydrogenase (Pyd1) katalysiert. „Knockout“-Mutanten zeigten verglichen mit Wildtyp-Pflanzen bis zu 50-fach erhöhte Uracilgehalte in allen untersuchten Geweben. Diese Mutanten waren nicht in der Lage, die radioaktiv markierten Pyrimidine Uridin und Uracil zu degradieren und deshalb hochsensitiv gegenüber den toxischen Derivaten 5-Fluorouridin und 5-Fluorouracil. Im Gegensatz dazu wiesen Mutanten, die Pyd1 überexprimieren eine erhöhte Resistenz gegenüber diesen toxischen Derivaten auf. Expressionsanalysen deckten auf, dass Pyd1 hauptsächlich im trockenen Samen exprimiert wird. Die transgenen Pyd1-Pflanzen wiesen einen drastischen Keimungsphänotyp auf. Während „knockout“-Mutanten 2 Tage später als Arabidopsis thaliana-Wildtyp-Pflanzen keimten, waren die Pyd1-Überexpressions-pflanzen in der Lage etwas früher zu keimen. Dies indiziert, dass die Aktivität der Pyd1 in der frühen pflanzlichen Entwicklung von entscheidender Bedeutung ist. Auch der Abscisinsäure-Stoffwechsel scheint in diesen Keimungsphänotyp involviert zu sein. Weiterhin entwickelten die Pyd1-Überexpressionspflanzen mehr Schoten und Samen als Wildtyp-Pflanzen, die „knockout“-Pflanzen weniger. War während der pflanzlichen Entwicklung Stickstoff limitierend, erhöhten sich Pyd1-Expression und Pyd1-Aktivität. Pyd1 scheint ein Schlüsselregulator des Pyrimidin-Katabolismus zu sein, der zwischen den Bedürfnissen an Stickstoff von Nukleotiden und anderen Metaboliten wie beispielsweise Aminosäuren vermittelt. Weiterhin erwies sich Pyd1 als wichtige Komponente in der Remobilisierung des Stickstoffs aus seneszenten Geweben. Es wurde untersucht, ob eventuell ein weiteres Enzym mit Dihydrouracil-Dehydrogenase-Aktivität existiert. Das Arabidopsis thaliana-Protein mit der höchsten Homologie zur Aminosäuresequenz von Pyd1 ist das Enzym Dihydroorotat-Dehydrogenase (DHODH), welches den vierten Schritt der Pyrimidin-de novo-Synthese katalysiert, die Oxidation von Dihydroorotat zu Orotat. Der Pyrimidinkatabolismus stellt die Umkehrung der Pyrimidin-de novo-Synthese dar und die von Pyd1 und DHODH katalysierten Reaktionen sind chemisch ähnlich. Transgene Pflanzen mit einer gesteigerten DHODH-Expression waren zu einer erhöhten Dihydroorotat-Oxidation in der Lage, zeigten aber keinerlei Pyd1-Aktivität. Während eine geringfügige Reduktion in der DHODH-Expression keinen Einfluss auf die pflanzliche Entwicklung hatte, wiesen Dosismutanten mit einer starken Reduktion des DHODH-Transkriptgehaltes einen drastischen Phänotyp auf. Die entsprechenden Pflanzen waren zwergwüchsig, bildeten rötlich-braune Keimblätter aus und ihr Wurzelwachstum war im Vergleich zu Arabidopsis thaliana-Wildtyp-Pflanzen stark vermindert. Zudem hatten diese Pflanzen weniger RNA, was auf eine geringere Pyrimidinverfügbarkeit hindeutet. Gewebespezifische Expressionsanalysen unterstrichen die Bedeutung der DHODH und damit der Pyrimidin-de novo-Synthese in wachsenden Geweben, in denen die Bereitstellung neuer Pyrimidin-Grundgerüste von essentieller Bedeutung ist. Weiterhin konnten erste Hinweise darauf erbracht werden, dass die pflanzliche DHODH, so wie auch das Homolog in Tieren an der äußeren Oberfläche der inneren Mitochondrienmemban verankert und dort als Flavoprotein an die Atmungskette gekoppelt ist.